Vascularization of Human Skin Equivalents

Abstract

Hautäquivalente (HA) sind der derzeitige Stand der Technik für dermatologische in vitro Experimente. Allerdings besitzen diese HA keine Vaskularisierung und sind daher nicht physiologisch. Die Zielsetzung dieser Arbeit war es, ein vaskularisiertes HA zu etablieren. Dies umfasste Mikrovaskularisierung durch Selbstassemblierung vonEndothelzellen sowie die Entwicklung einer Methode für perfundierbare Makrovaskularisierung. Derzeitige HA umfassen eine Epidermis aus Keratinozyten und eine Dermis auf Basis eines Kollagenhydrogels. Kollagen unterstützt aber keine Mikrovaskularisierung und ist daher nicht für vaskularisiertes Gewebe geeignet. Daher wurde ein Co-gel aus Kollagen und Fibrin auf Basis einer Publikation von Fitzsimmons et al., entwickelt [1]. Im Zuge dieser Arbeit konnte gezeigt werden, dass das neueCo-gel epidermale Differenzierung von nicht vaskularisierten HA ebenso gut unterstützt wie kommerzielles Kollagenhydrogel. Außerdem konnte ein neues Protokoll für die Zellkultur von mikrovaskularisierten HA mit vier verschiedenen Zelltypen etabliert werden. Physiologische Makrovaskularisierung wurde mit 3D-gedruckten, wasserlöslichen Körpern aus einer neuartigen PEG-Mischung verwirklicht. Diese wurde in einer neuen Vorrichtung für Kultivierung von HA erfolgreich perfundiert. Außerdem wurde der Herstellungsprozess dieser Vorrichtungen optimiert und dabei Arbeitszeit- sowie Materialersparnisse von über 70% erreicht. Überdies zeigten nicht vaskularisierte HA, die in der neuen Vorrichtung kultiviert wurden, eine signifikant erhöhte epidermale Differenzierung im Vergleich zu HA, in kommerziellen Zellkultureinsätzen.In Zukunft könnte eine Kombination aus Mikro- und Makrovaskularisierung zu einer neuen Generation von physiologischen HA führen.

Full-thickness skin equivalents (FTSEs) are the new state-of-the-art technology for in vitro skin research. However, FTSE’s lack of vasculature means a significant loss in physiological accuracy and limits oxygen and nutrient supply to the border regions.This thesis sought to tissue-engineer a vascularized FTSE, with self-assembled microvascularization and establish a method for perfusable macrovascularization. Traditionally, FTSEs consist of a dermis and an epidermis formed by keratinocytes. The dermis is mimicked by cells growing in a hydrogel. The routinely used collagen hydrogel of traditional FTSE cultures does not support self-assembled microvascularization and is thus unsuitable for the engineering of vascularized tissues. To overcome this problem, a co-gel of fibrin and collagen was developed based on a publication by Fitzsimmons et al. [1]. Epidermal differentiation of non-vascularized FTSE made of the novel co-gel was comparable to differentiation achieved in conventional collagenhydrogels.Moreover, a new protocol was established to culture microvascularizedFTSEs made of co-gel combining four different cell types. Physiological macrovascularization was achieved with 3D printed sacrificial elements of a newly developed PEG blend. It was successfully perfused in a novel device for air-liquid interface culture. In the course of this thesis, the fabrication process of the device was optimized, leading to saving more than 70% of working time and material.In addition, FTSEs cultured in the device had a significantly higher grade of epidermal differentiation than FTSE cultured in commercial cell culture inserts. Utilizing the findings of this thesis, further research could combine microvasculature and macrovasculature to achieve a new generation of more physiological FTSEs.